[實驗技術]電穿孔轉染試驗

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電穿孔試驗事前準備事項

細胞代數：

預計轉染的Plasmids：                                                 

    個6-well tissue culture plate (每一個well放入玻片，UV 照射15 min 以上)

    個50 mL 離心管;

    個轉染cuvette   

Trypsin, D-PBS, FBS medium, 200 uL tip, 1 mL tip

電穿孔試驗(electroporation)的注意事項

1      實驗通常使用分化後5到7天的脂肪細胞，然而此時的細胞貼附力很強， 最好是trypsin方式單離細胞，次之用pipetting的方式打散細胞，但必須以輕柔的方式打散細胞，上述兩個方法可以提高取得單顆存活細胞的機會，方便後續觀察、拍照。切記不可用振搖的方式，這樣會打下整片細胞，不易轉染，也不利於後續觀察．

2      離心移除上清液後，要記得用PBS清洗，主要是將剩餘尚未單離的細胞藉由 pipetting的方式分離開，越多單顆細胞，轉染效率越好，但仍特別注意過多的 pipetting 也會促使細胞死亡，必須留意。此外，不要讓細胞撞擊試管壁，這樣容易讓細胞破裂，就無法看到完整的脂肪細胞．

3      1* 10⁷  cell number/0.5 mL PBS是建議的比率 。

4      Plasmid DNA (1-600 ug)放進cuvette後，pipetting 數十下，混合均勻，也不要花太多時間，以免細胞死亡或Plasmid DNA degradation。

5      在電刺激後，細胞要放在室溫等十分鐘(這部分我沒有作，直接插在冰上)。

6      依序加入6-well plate 中，12個小時後，換新鮮的培養基(這部分我也沒有作)。特別注意這時候的細胞貼附性非常差，所以整個動作要非常小心，不然細胞很容易漂浮起來。

7      30個小時後，可以作實驗。

下列因素會影響電穿孔效率

1.        在Ｃuvette中的細胞數量(The number of cells in the cuvette)

2.        Plasmid DNA的量 (The amount of plasmid DNA.)

3.        電穿孔的伏特數(The voltage used for electroporation.)

[實驗技術]細胞培養面積

以下為常用細胞培養皿粗略培養面積

100 mm dish ＝ 58.1 cm2   1.2 x 10^5
60 mm dish = 20.8 cm2
35 mm dish =9.6 cm2

6 well- plate = 9.6 cm2 (4x 10^4)
12 well- plate = 3.8 cm2 (2x 10^ 4)
24 well- plate = 1.8 cm2  (10^4)
48 well- plate = 0.75 cm2

3t3-L1 cell 培養條件 (From ATCC culture method )

Volumes are given for a 75 cm2 flask. Increase or decrease the amount of dissociation medium needed proportionally for culture vessels of other sizes. Never allow culture to become completely confluent.

1. Remove and discard culture medium.
2. Briefly rinse the cell layer with 0.25% (w/v) Trypsin - 0.53 mM EDTA solution to remove all traces of serum that contains trypsin inhibitor.
3. Add 2.0 to 3.0 mL of Trypsin-EDTA solution to flask and observe cells under an inverted microscope until cell layer is dispersed (usually within 5 minutes).
   Note: To avoid clumping do not agitate the cells by hitting or shaking the flask while waiting for the cells to detach. Cells that are difficult to detach may be placed at 37°C to facilitate dispersal.
4. Add 6.0 to 8.0 mL of complete growth medium and aspirate cells by gently pipetting.
5. Add appropriate aliquots of the cell suspension to new culture vessels.
   The recommended inoculum is 2 to 3 X 103 cells/cm2. Subculture before cultures become 70 to 80% confluent or when cells reach 5 to 6 X104 viable cells/cm2.
6. Incubate cultures at 37°C.

Interval: Every three days

Medium Renewal: 2 to 3 times per week